一般認為，地表海平面空氣中，氮（78.08 Vol.-%：單位體積的混合氣體中該氣體體積所占的百分比，習慣上稱作氣體百分含量或氣體濃度，下同）、氧（20.95%）和二氧化碳（0.04%）這幾種氣體的相對含量，寰宇之內皆保持穩定。因此，當人們習慣以N₂：O₂：CO₂ = 0.78 %: 0.21% : 0.0%來描述實驗工作條件并由此推而廣之時，就很容易認同這樣的概念：不管是在德國馬克斯-普朗克研究所（Max Planck Institute, MPI）, 哈佛醫學院（Harvard Medical School，HMS），還是北京協和醫學院，所有在地面細胞間內開展的“常氧normoxia”細胞培養實驗，CO₂培養箱內部的氣體環境條件是一致的。

       而大量研究報告卻表明，地表空氣中這三種與細胞培養密切相關氣體組分的相對含量絕非固定不變。相反，這三種氣體的相對比例會隨著地表海拔高度、氣象要素、地表植被覆蓋和所在地區工農業生產活動中氣體排放條件不同而變化。其中O₂、CO₂這兩種氣體百分含量之波動尤其明顯。資料顯示，僅西藏一省之內，從東部溫帶森林—草原—草甸區域到西部寒帶溫帶草原—荒漠—草甸區域，在一年之內不同季節，地表年均O₂體積百分含量可在19.91% - 20.93區間波動。我國幅員遼闊，不同地域地表空氣中O₂相對含量波動幅度要超出這一區間。

       我國《缺氧危險作業安全規程GB8958-2006》規定，當特定環境的空氣中O₂的百分含量低于19.5%，則該工作場所應被視作缺氧場所而而需對其間進行的各種作業加以監管。因各種原因造成細胞培養間內空氣中O₂的含量低于此標準時，則細胞也會因此而從“常氧”氛圍悄然落入“缺氧”的險境。

       氧氣曾被認為只在新陳代謝中發揮作用，不影響基因表達。而威廉?凱林（William G. Kaelin Jr）、彼得·拉特克里夫爵士（Sir Peter J. Ratcliffe）和格雷格?塞門扎（Gregg L. Semenza）三位2019年諾貝爾生理醫學獎獲得者的發現表明，由紅細胞生成素（Erythropoietin，EPO）、血管內皮生長因子（Vascular Endothelial Growth Factor，VEGF）、缺氧誘導因子(Hypoxia-inducible factors， HIF)組成的氧氣感知通路與調節機制，使細胞能夠通過調節基因表達來適應生理環境中O2含量的波動。                                              

       需氧生物細胞需要O₂供給才能通過氧化磷酸化產生ATP。O₂可利用性幾乎影響所有生物學過程，包括激活多種適應性生理反應、影響能量代謝、氧化還原平衡、血管重塑等過程。因此，有效調控實驗環境中的O₂含量水平，對模擬人和哺乳動物細胞的生理環境和功能活動狀態具有重要意義。實際工作中，采用參考文獻報道的HEK293細胞株、相同的Heracell VIOS 160i或CellXpert C170i 培養箱，以相同的工作條件并培養相同時間，有可能依然不能重現文獻中的實驗結果，這種情形并不罕見。究其個中緣由，除了實驗設備工作性能差異因素，不同實驗地點室內空氣中O₂含量可能存在的差異對細胞狀態的干擾，未嘗不是一種合理的解釋。

一、細胞培養實驗對O₂控制的內在需求

       眾所周知，常規CO₂培養箱標準配置中因缺少O2傳感器，一般只能實時監測箱體內部的CO2氣體體積百分濃度、氣體溫度。而細胞培養過程中O₂濃度則處于“裸奔”狀態。

       科學家已習慣于用CO₂培養箱進行細胞培養，并默認箱內的O₂含量處于“天然的正?！钡摹俺Ｑ?normoxia)”水平（譬如某地的O₂體積百分含量為20.86%)。其實，所謂的“常氧”是一個只可意會不可言傳的“暗箱”規定，并非放之四海而皆準。不同細胞培養環境下O₂含量的差異被視為可接受的實驗條件誤差，不僅不會被深究，而且業界還約定成俗地將其刻意忽略。但如有某君“與眾不同”在公開的實驗報告中將細胞培養實驗條件用了“cells were cultured at 37℃, and atmosphere with 20.86% O₂ and 5% CO₂)”這樣的描述，不僅會讓人難以理解 “20.86% O₂”這一工作參數依據來源，甚至還會因披露此參數，讓同行而對該實驗數據與結論的可靠性產生疑慮。依托常規CO₂培養箱進行的細胞實驗中，對氧含量問題的態度就是：你不用說，我也不會問你。

       即便沒有細胞對氧氣含量改變時發生自適應機制這一諾獎級研究，氧含量不同對細胞生理病理活動產生影響，在科學界也早有共識。雖然人類和動物的生命活動、組織細胞的培養實驗都在“常氧”條件下進行的，但人體內部眾多組織器官的微環境中的生理性氧濃度要遠低于“常氧”水平，處于“生理性低氧”（physiological hypoxia）狀態。

表1 人體內的生理性低氧組織列舉

       目前已知，小鼠胚胎成纖維細胞（Mouse Embryonic Fibroblasts, MEF)等多種原代細胞、急性髓性白血病(acute myeloid leukemia, AML) 細胞等腫瘤細胞、間充質干細胞(Mesenchymal stem cells, MSCs)等在較低氧濃度下培養會比在“常氧”條件下成長，能更好地模仿正常生理條件，其細胞行為也更能反映體內環境的變化。如神經元細胞在2-5%的 O₂水平下存活率、增殖和多巴胺能分化增加。人胚胎干細胞(Human Embryonic Stem Cells, hESCs)或誘導性多能干細胞（induced Pluripotent stem cell，iPSC）在低氧培養環境下，可減少細胞自發性分化、提高克隆形成率、降低自發性染色體異常頻率以及增加特定克隆衍生細胞的增殖。研究人員藉由低氧培養環境控制還可模擬腫瘤內部核心細胞或稱作癌癥干細胞(Tumor Stem Cell)生長狀況。

       文獻報道中，“低氧hypoxia”的標準按O₂相對含量不同，還有生理含量氧（physioxic，5%-15% O₂ Vol.-%)、低氧（hypoxic，1% O₂ Vol.-%) 和無氧（anoxic，0% O₂ Vol.-%)的不同提法。業內則習慣于將應用環境中O₂百分比含量19%以內情形統一歸入低氧范疇。

       要將細胞培養過程的O₂體積百分含量之維持在低氧水平，就須實時監測細胞CO₂培養箱內氣體中的O₂濃度實際值，并使之持續穩定地維持在所設定水平。多氣體二氧化碳培養箱正是在這種科學實踐需求環境下應運而生。

       常規CO₂培養箱運行需要空氣（其中的O₂作為細胞呼吸鏈中活性氧離子的來源）和CO₂（醫用氣體純度≥99.0%，用作培養基緩沖體系HCO₃-組分補充來源）供應?？諝庵蠴₂含量因已達到“常氧”標準，故不作要求，無需監測。通常只配置CO₂傳感器，并將CO₂濃度維持在5%的水平即可滿足基礎細胞培養要求。

       多氣體二氧化碳培養箱，習稱多氣體培養箱（Multi-gas incubator），不僅要監控O₂濃度并使之維持穩定，還須在此基礎上加裝O₂控制單元?？豋₂單元核心主要包括箱體內部的氧化鋯傳感器（Zirconium dioxide, ZrO₂）及O₂氣控制回路、箱體外部O₂/N₂通用輸入接口及連接氣路。當空氣中O₂濃度低于(22-90%)設定值時（高氧培養實驗），向箱內輸入高純度O₂（醫用氧氣純度≥99.5%）。當進行1% - 18%濃度的低氧培養實驗時，需輸入對哺乳動物細胞惰性無害且易于大規模制備、成本相對低廉的高純度N₂（醫用氮氣純度≥99.99%），以稀釋箱內空氣的O₂濃度?？梢?，無論是高氧還是低氧細胞培養，多氣體培養箱在工作時都離不開空氣、CO₂氣體和N₂（低氧培養）或O₂（高氧培養）三種氣源。而“三氣培養箱(tri-gas incubator)”的名稱正是由此而來。

表2 主流進口品牌三氣培養箱的工作氣體輸入要求

       三氣培養箱雖衍生于CO₂培養箱，但用戶無法通過簡單升級而實現精確控氧功能，須在設備出廠前定制。

      不僅如此，表2所列的三氣培養箱型號中，除CellXpert C170i只有0.1 - 20%只有低氧控制一個配置選項外，其它品牌的同類產品，如Heracell VIOS 160i ，CB 170-230V-O和MCO-170M都提供有高、低兩種氧氣控制選項備選。

       從文獻報道上看，生物醫學實驗研究中，三氣培養箱多用于細胞的5%低氧模擬生理氧濃度培養和0-1% O₂的細胞缺氧（組織缺血缺氧）造模處理。 (后續：低氧細胞實驗中三氣培養箱氮氣使用有效管理問題的解決方案——中)